答：当存在以下需求时优先选择流式分选：
- 目标细胞群需达到极高纯度（95%-100%）
- 分离表面受体密度低的细胞群体
- 按表面受体表达量梯度富集细胞亚群
- 基于多色荧光标记进行细胞分选
- 需结合胞内染色（如 DNA 含量、胞内抗原）分选
答：通常不会。只要将细胞维持在适宜的温度、pH 值及培养基环境中，分选过程本身对细胞的损伤可忽略。
答：理论计算为：1×10⁶ = 10% 目标细胞 × 50% 回收率 × 起始细胞数，即需准备 20×10⁶个起始细胞。实际回收率受以下因素影响：
- 细胞黏附管壁导致的损耗
- 分选速率（速率越高回收率越低）
- 仪器分选精度
- 分选模式（浓缩分选回收率高于纯度分选）
答：可采取以下优化措施：
- 全程使用聚丙烯材质耗材（处理管、收集管）
- 洗涤后准确计数细胞
- 用 Hank's 液替代 PBS 作为鞘液
- 收集管预先加入含 20% 血清的培养基（填充 1/3 以上体积）
- 优化分选温度（4℃、15℃或室温）
- 每小时颠倒收集管一次
- 收集管满或分选结束后立即处理
- 离心时间控制在 10 分钟左右
答：无需严格遵循。经验表明：在 0.5 ml 缓冲液中孵育 2-3×10⁷个细胞时，抗体用量只需理论值的 1/4-1/5。
答：标准流程耗时约：
- 仪器调试：1 小时
- 分选区域设置：15 分钟
- 分选后分析：30 分钟
分选 20×10⁶个细胞通常需 2-4 小时，具体受目标细胞占比、纯度要求等因素影响。无菌分选的仪器准备时间约 90 分钟。
答：可以。阳性细胞和阴性细胞可分别收集至左右分选管，也可将靶细胞与剩余细胞（含废液）分置不同收集管。
答：通常回收率约为理论值的 50%，具体受 Q3 中所述因素（细胞黏附、分选速率等）影响。
答：优化要点包括：
- 使用富营养培养基（建议高血清浓度，抵消鞘液稀释影响）
- 收集管维持适宜温度，含细胞活力保护培养基
- 分选完成后尽快处理细胞
答：常用配方：含 25 mmol Hepes 和 2%-10% 血清的 RPMI 1640，细胞密度 6-8×10⁶/ml（低压力分选可提高分辨率）。易聚集细胞可降至 4-5×10⁶/ml。
答：仪器最大事件发生率为 10,000 个 / 秒，高纯度分选建议控制在 2,500 个 / 秒。
答：最高可达 99%-100%，分群清晰的细胞群通常可实现 95%-100% 纯度。纯度主要依赖仪器稳定性和分选门设置（需与研究者共同确认门控策略）。
答：可以。建议将分选细胞分至多个培养瓶，降低单瓶污染导致的样本损失风险。
答：可进行稀有事件分选，但纯度和得率较低。建议优先通过浓缩分选或其他方法预富集目标细胞。
答：低浓度 PI 可用于活细胞分选（死细胞染色阳性）。PI 通过被动结合死细胞 DNA 发挥作用，对活细胞毒性可忽略，且可通过洗涤去除。7-AAD 等死活鉴别染料同理。
答：当前可支持 6 参数分选：4 个荧光参数、前向散射（FSC）和侧向散射（SSC）。未来可能增加荧光面积 / 宽度、参数比例等分选维度。
答：对分选后的细胞重新上样，通过流式细胞仪分析目标细胞占比。
